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IL CORRETTO ALLESTIMENTO DI UN CAMPIONE ISTOLOGICO - PARTE 1: FISSAZIONE

La prima fase per l’allestimento di un campione istologico è la fissazione del campione bioptico/tissutale, passaggio fondamentale per la corretta preparazione e lettura del preparato al microscopio. 

La fissazione consiste nel trattamento del campione di tessuto, con procedimenti chimici e/o fisici capaci di preservare la morfologia tissutale e cellulare, impedendone quindi l’autolisi, che renderebbe impossibile una interpretazione patologica.

La formaldeide è una molecola gassosa a temperatura ambiente, dall’odore pungente ed altamente solubile in acqua: la soluzione così ottenuta prende il nome di formalina. La formalina neutra tamponata al 10% rappresenta il fissativo per eccellenza poiché mantiene inalterata la morfologia cellulare e l’architettura dei tessuti, oltre a conservare in maniera soddisfacente l’antigenicità di cellule ed agenti eziologici, bloccando i fenomeni di autolisi. Linee guida nazionali (Ministero della Salute, CSS del 5/2015) raccomandano l’utilizzo di formalina tamponata per prevenire l’acidificazione causata dalla capacità dell’acido formico di ossidarsi: è necessario utilizzare formalina tamponata per evitare variazioni di PH che possono alterare le proprietà antigeniche, che renderebbero difficoltose ad esempio le procedure immuno-istochimiche. La formalina penetra nei tessuti ad una velocità di circa 1mm/h: per tale ragione, i campioni di grandi dimensioni necessitano una fissazione prolungata; inoltre è consigliabile eseguire delle incisioni parallele e non compete, che facilitino la penetrazione del fissativo. Il rapporto ottimale di formalina e campione dovrebbe essere 20:1. 

Per la fissazione e la conservazione dei campioni, è necessario utilizzare quindi contenitori a bocca larga e capienti: si ricordi che dopo l’immersione in formalina il campione, fissandosi, tenderà ad irrigidirsi. L’utilizzo di contenitori dalla bocca stretta provocherebbe problemi durante la fase di estrazione del campione dal contenitore. Sono da evitare barattoli in vetro, poiché potrebbero rompersi durante il trasporto inficiando il risultato finale e mettendo a rischio la salute degli operatori.

Come già specificato, non è sufficiente diluire la formalina con acqua, soprattutto se non deionizzata. Se si volesse preparare la soluzione in casa sono necessari oltre alla formaldeide al 40%, acqua deionizzata, sodio fosfato monosodico e bisodico necessari per la conservazione del PH (7,2-7,3). Per questo è assolutamente consigliabile acquistare soluzioni di formalina al 10% neutra tamponata pronta all’uso (vedi immagine allegata). Essendo inoltre molecola volatile, tende ad evaporare facilmente, compromettendo la sicurezza dell’operatore che la sta preparando, trattandosi di un agente chimico pericoloso (irritante, caustico e cangerogeno, vedi linee guida del Ministero della Salute, CSS del 5/2015). L’utilizzo della formaldeide come fissativo, richiede quindi l’osservazione di alcune norme operative, necessarie per garantire la sicurezza di tutto il personale potenzialmente esposto. 

Ad oggi non è ancora disponibile una valida alternativa alla formalina come fissativo dei campioni istologici: questa risulta quindi ancora indispensabile nei laboratori di anatomia patologica. Quello su cui si può intervenire è la riduzione dell’esposizione del personale a tale sostanza, mediante l’uso di contenitori pre-riempiti che annullano quasi totalmente l’esposizione diretta, l’utilizzo di cappe aspiranti nei laboratori di patologia e l’utilizzo di dispositivi di sicurezza individuali (es. guanti, occhiali protettivi, mascherina, camice, ecc.).

Maria Massaro & Walter Bertazzolo

 

 

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